Bonjour,
Je vous propose ici de regarder le sujet A du second concours d'entrée aux ENS 2007.
Le sujet complet comporte 3 parties indépendantes ayant pour thématique commune les ARNs:
une synthèse: les ARNs.
Un exercice de biologie végétale
Un exercice de biologie animale
La tendance est clairement biologie moléculaire.
Ce sujet brille par sa longueur encore que, il faut savoir bien gérer son temps.
Il y a d'ailleurs dans le sujet même une durée conseillée pour chaque partie.
Notez bien que la synthèse est donnée en 2 heures. Les exigences étaient donc importantes et il fallait certainement entrer relativement dans le détail. Notez que le sujet A traitant du RNA silencing, il fallait donc en parler dans la synthèse. Deux heures ne semblaient pas de trop. (Une remarque comme ca en passant: en maitrise, M1, on m'avait donné comme sujet à la fac "les ARNs messagers", nous avions 1h). Donc si 2h vous semble long, vous n'êtes pas prêts.
Le sujet A qui nous intéresse ici ne pose aucune difficulté particulière, et je le dis alors que je n'ai aucune formation dans ce domaine précis. Tout est dit clairement. A mon avis celui ci ne devrait pas prendre une heure. On le lit, on répond aux questions et on passe à la suite. Comme ca, sans rédiger, il ne m'a pas fallu 1/2h pour arriver à la dernière question. Les réponses sont évidentes et concises.
Toutes les figures sont des figures remaniées (afin d'en simplifier la compréhension, on estime pas qu'un étudiant entrant à l'ENS est déja capable de se débrouiller avec un papier scientifique complexe sans une interface de clarification) issues du papier suivant:
A microRNA as a translational represseor of APETALA2 in Arabidopsis flower development
Xuemei Chen, et al.
Science 303, 2022 (2004)
Enfin, je conclue en disant que c'est le genre de choses que l'on m'avait demandé de faire durant ma seconde année de médecine dans le cadre des MSBM ou encore en M1 et en M2 de biologie (En M2 les papiers sont bruts, ca ne change pas grand chose). On retrouve un peu ces choses là en licence mais en moins intense. Les résultats de ces différents examens et concours me permettent de mesurer à quel point c'est sélectif. Préparez vous bien! Encore une fois la lecture d'articles scientifique est indispensable.
Bon courage,
Note: toutes les figures sont en pièces jointes et oui, la figure 4 est bien présentée avant la figure 3
SUJET ALe ‘RNA silencing’ chez les plantes
Le ‘RNA silencing’ correspond à l’extinction de l’expression génique via des interactions séquencespécifiques
impliquant de petites molécules d’ARN simple-brin de 21 à 26 nucléotides. Découvert
récemment chez les plantes, ce processus affecte différentes étapes de l’expression du génome selon
des mécanismes conservés. Il peut être induit notamment par des ARN non codants exprimés par le
génome, appelés microARN.
Au cours du développement floral d’Arabidopsis thaliana, l’identité des pièces florales est déterminée
par des gènes homéotiques dont la mutation conduit au remplacement de certains organes par d’autres.
Parmi ces gènes, les gènes de classe A sont impliqués dans la spécification de l’identité des pièces du
périanthe (sépales et pétales) et les gènes de classe C dans la spécification de l’identité des pièces
reproductives (étamines et carpelles). Les mutations apetala2 et agamous, inactivant les gènes
APETALA2 (AP2) et AGAMOUS (AG) qui codent respectivement les protéines AP2 et AG, ont été
isolées. Les phénotypes des fleurs mutantes sont donnés à la Figure 1.
Question 1. Analysez ces phénotypes. Précisez la classe des gènes AP2 et AG.
Chez les plantes apetala2, la protéine AG s’exprime dans les ébauches de toutes les pièces florales,
alors qu’elle n’est présente que dans celles des pièces reproductives des plantes sauvages. Chez les
plantes agamous, la protéine AP2 s’exprime dans les ébauches de toutes les pièces florales, mais elle
n’est présente que dans celles des pièces du périanthe des plantes sauvages.
Question 2. Interprétez ces résultats. Comment interagissent les gènes AP2 et AG ?
L’ARN MIR172 est un ARN non codant de 21 nucléotides exprimé à partir du gène MIR172.
L’abondance de l’ARN MIR172, de l’ARNm AP2 et de la protéine AP2 a été analysée dans les
inflorescences de plantes sauvages, de plantes agamous et de plantes transgéniques exprimant le gène
MIR172 sous le contrôle d’un promoteur fort P (plantes P-MIR172, cf. Figure 2). Les fleurs des
plantes P-MIR172 présentent un phénotype semblable à celui des fleurs apetala2.
Figure 1. Phénotype des fleurs sauvages (A), des fleurs mutantes apetala2 (B) et des fleurs mutantes
agamous (C). Sur la photo B, la flèche pointe un carpelle ; sur la photo C, la flèche pointe un sépale.
Question 3. Comparez les profils d’expression des gènes MIR172 et AP2 chez les plantes sauvages
et P-MIR172. Que concluez-vous ? Comment expliquez-vous le phénotype des plantes P-MIR172 ?
Question 4. Analysez et interprétez les profils d’expression des gènes MIR172 et AP2 chez les
plantes agamous. Comment expliquez-vous le phénotype de ces plantes ?
Question 5. Construisez à partir des informations obtenues jusqu’ici un schéma de régulation
reliant les gènes AG, AP2 et MIR172.
Figure 2. Expression des gènes MIR172 et AP2 chez les plantes sauvages, les plantes P-MIR172 et
les plantes agamous.
Des échantillons d’inflorescence de chaque plante ont été répartis en trois fractions :
1) Les ARN totaux extraits à partir de la première fraction ont été séparés par électrophorèse, puis visualisés
sous lumière ultraviolette (2). Après transfert de ces ARN sur une membrane, l’ARN MIR172 a été détecté
par hybridation avec un oligonucléotide radiomarqué de séquence complémentaire (sonde MIR172). (1)
2) Les ARNm extraits à partir de la deuxième fraction ont été séparés par électrophorèse, puis transférés sur
une membrane. Les ARNm AP2 (3) et les ARNm du gène cellulaire contrôle UBQ5 (4) ont été détectés
comme précédemment, à l’aide d’une sonde AP2 et d’une sonde UBQ5 respectivement.
3) Les protéines extraites à partir de la troisième fraction ont été séparées par électrophorèse en conditions
dénaturantes, puis transférées sur une membrane. La protéine AP2 (5) et la protéine cellulaire contrôle
PEPC (6) ont été détectées à l’aide d’anticorps spécifiques couplés à une enzyme donnant des produits
colorés en présence du substrat adéquat.
La séquence de l’ARN MIR172 est complémentaire d’une courte région de l’ARNm du gène AP2
(cf. Figure 3A, page 7). Les gènes AP2 ou AP2m (gène AP2 présentant des mutations dans la région de
complémentarité avec l’ARN MIR172, cf. Figure 3A) placés sous le contrôle d’un promoteur fort P,
ont été introduits artificiellement dans des plantes sauvages, de façon à obtenir des plantes
transgéniques (plantes P-AP2 et plantes P-AP2m respectivement). Les fleurs des plantes P-AP2
présentent le même phénotype que les fleurs sauvages alors que celles des plantes P-AP2m sont
comparables aux fleurs agamous. La quantité d’ARNm AP2 et de protéine AP2 présente dans les
inflorescences de ces plantes et des plantes sauvages a été étudiée (cf. Figure 4).
Question 6. A l’aide du code génétique donné à la Figure 3.B, précisez le type de mutations
introduites dans le gène AP2m. Quel est l’intérêt d’avoir introduit ces mutations ?
Question 7. Analysez et interprétez les résultats obtenus avec les plantes P-AP2, puis avec les
plantes P-AP2m. Concluez quant à l’effet régulateur de l’ARN MIR172 chez les plantes sauvages.
Figure 4. Expression du gène AP2 chez les plantes sauvages et chez les plantes transgéniques P-AP2 et
P-AP2m. Des échantillons d’inflorescence de chaque plante ont été analysés selon le même protocole que
précédemment (cf. Figure 2). Les nombres en dessous de chaque piste représentent les valeurs de la quantité
d’ARNm AP2 ou de protéine AP2 normalisées respectivement par rapport à l’ARNm UBQ5 ou à la protéine
PEPC, puis rapportées aux valeurs obtenues chez les plantes sauvages.
Figure 3. A, Complémentarité de séquence de l’ARN MIR172 avec une courte région (rectangle noir)
de l’ARNm AP2. La séquence d’acides aminés codée par la région de complémentarité de l’ARNm AP2 est
donnée. Dans la version mutée de l’ARNm AP2 (ARNm AP2m), les nucléotides mutés sont entourés par des
cercles. Les régions 5’-UTR et 3’-UTR correspondent aux régions 5’- et 3’-non traduites de l’ARNm AP2.
B, Tableau présentant le code génétique.
L’expression de l’ARN MIR172 a pu être suivie au cours du développement floral par la technique
d’hybridation in situ, qui permet de localiser les ARN d’intérêt dans les coupes de tissus. Les profils
d’expression de l’ARN MIR172 dans les inflorescences (stade 1 du développement floral) et les
boutons floraux (stade 7) de plantes sauvages sont donnés dans la Figure 5.
Question 8. Décrivez les profils d’expression de l’ARN MIR172 aux stades méristème floral et
bouton floral.
Question 9. Déduisez des informations obtenues jusqu’ici le rôle possible de l’ARN MIR172 dans le
développement de la fleur sauvage d’Arabidopsis thaliana.
Figure 5. Profils d’expression de l’ARN MIR172 obtenus par hybridation in situ sur des coupes
longitudinales réalisées au stade 1 (A et B) et au stade 7 (C et D) du développement floral de plantes
sauvages d’Arabidopsis thaliana. Un oligonucléotide complémentaire de l’ARN MIR172, a été incubé sur des
coupes histologiques, de façon à obtenir une hybridation spécifique (A et C). Un oligonucléotide contrôle, non
spécifique, a par ailleurs été utilisé sur d’autres coupes (B et D). Après hybridation, les coupes ont été lavées
de façon à éliminer les oligonucléotides non appariés. Ensuite, les oligonucléotides marqués à la digoxigénine
ont été localisés sur les coupes par un anticorps anti-digoxigénine couplé à une enzyme qui donne un produit
coloré bleu insoluble en présence du substrat adéquat. Les nombres correspondent à la position des ébauches
de pièces florales, du verticille le plus externe (1) au verticille le plus interne (4). Notez que les ébauches des
pièces du deuxième verticille (pétales) ne sont pas visibles sur ces coupes. MI = méristème d’inflorescence ;
MF = méristème floral. Barre = 50 μm.
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