Bonjour à tous,
Je me permets de solliciter votre aide sur ce sujet vu et revu qu'est l'ELISA :
Je développe actuellement une méthode pour doser un anticorps monoclonal (appelons le AcX). Pour se faire, je réalise un ELISA indirect à détection directe. J'ai donc 4 étapes d'incubation : 1. incubation de l'antigène (Ag) ; 2. saturation ; 3. incubation de l'AcX ; 4. incubation de l'Ac-Anti IgG marqué. Jusque là, aucun problème, ça marche du tonnerre. Mais je voudrais réduire ces étapes au nombre de 3 en 'coatant' les puits directement avec mon AcX en ayant les région Fab qui se lient à la plaque (contrairement à un ELISA sandwich où l'Ac est lié à la plaque via la région Fc) et ensuite avoir les étapes de saturation et puis d'incubation avec l'Ac-Anti IgG.
Mes questions sont celles-ci :
1. Est-ce que cela est possible ? Si oui (et j'imagine que oui), faut-il que je change le pH ? Et du coup, à quel pH faudrait-il travailler ? Cela ne risquerait-il pas de diminuer l'affinité de mon anticorps anti-IgG pour la région Fc de mon AcX ?
2. Faudrait-il utiliser une plaque traitée high binding ou medium binding ou pas traitée du tout ?
J'espère avoir été suffisamment claire dans mes explications et je serais sincèrement reconnaissante si quelqu'un pouvait m'éclairer.
Cordialement,
SWDjou
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