Bonjour,
J'ai un problème (encore... décidémént ce stage n'est que problèmes ^^)
voila j'ai transfecté mes cellules (HepaRG) avec un plasmide pcDNA3.1 Directional TOPO (Invitrogen) contenant mon insert d'intérêt (la protéase NS3 du virus de l'hépatite C). Ce plasmide contient aussi une tag V5, qui me permet (normalement ^^) de detecter ma protéine une fois exprimée dans mes cellules (grace à un anticorps anti-V5, Invitrogen). Je suis obligée de passer par ce tag pour détecter ma protéase car il n'existe pas d'anticorps monoclonal spécifique de la protéase NS3...
j'ai fixé mes cellules avec du méthanol pur froid (-20°C) 48 heures apres la transfection 10 min, à 4°C. J'ai lavé avec du PBS, incubé avec mon anticorps anti-V5 (dilué au 1/200ème) 1h à 37°C, relavé avec du PBS et incubé 1h à 37°C avec mon anticorps anti IgG de souris couplé au FITC.
Relavage et observation au microscope. Mais là je n'ai rien vu du tout...je n'ai pas detectée ma protéine...
Je sais que ma transfection a fonctionnée car j'ai effectué en controle une trasfection HepaRG/plasmide GFP (clontech) et j'obtiens mes résultats habituels...
Avant de continuer inutilement mes manips avec mon vecteur je souhaiterai vérifier que mon protocole de marquage est correct mais je ne dispose d'aucun plasmide vide avec le tag V5...==> pas moyen de faire des controles...
auriez-vous des idées de ce que je pourrai améliorer?ou faire?
merci d'avance
nanie53
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