Marquage Annexine V/ PI Cytométrie: concentration cellulaire

[inviteead763b0]

Bonjour à tous,

J'ouvre une nouvelle discussion pour solliciter vos conseils en cytométrie en flux, n'en ayant encore jamais fait et devant monter une manip de marquage Annexine V/PI.

D'après le protocole de mon kit (Sigma), il faut re-suspendre les cellules à une concentration de 10^6 cellules.
Je veux évaluer l'apoptose et la mort cellulaire de mes cellules suite à différents traitements, le nombre de cellules vivantes sera donc différent d'un échantillon à un autre.
A votre avis, dois-je re-suspendre chaque échantillon de façon à ce que chacun d'entre eux soit à une concentration de 10^6 cellules vivantes (ou vivantes et mortes non préférentiellement?), ou devrais-je tous les re-suspendre dans le même volume (calculé par exemple à partir du contrôle positif), afin de conserver une idée de la proportion de cellules vivantes/mortes?

Merci d'avance pour vos réponses!
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[invite513ac0a6]

La concentration que te donne le kit est pour un marquage optimal, à priori 10^6 cellules totales/ml pour faire ton marquage dans 100µl, s'il y a trop de cellules le marquage peut perdre en efficacité.

Et vu que tu travailles en proportions, le nombre de cellules importe pas tellement tant que t'en a assez pour enregistrer un nombre d'évènements adequat.

[inviteead763b0]

Donc il vaut mieux que je compte mes cellules dans chaque échantillon pour être sûre d'en avoir assez/pas trop pour chaque expérience?
Et est-ce que c'est la concentration en cellules vivantes qui compte, ou cellules vivantes+mortes?

[invite513ac0a6]

Cellules totales, donc vivantes+mortes.

[A voir en vidéo sur Futura]

[inviteead763b0]

Ah oui je n'avais pas vu, merci!