Bonjour,
Aujourd'hui en TP, j'ai fais une électroporation d'un fragment d'ADN linéaire dans des bactéries (DY330, ayant un système RED augmentant l'activité de recombinaison homologue).
Cet ADN linéaire possède de part et d'autre, donc, des régions homologues qui permettront son insertion dans le génome bactérien. Entre les deux régions se trouve une étiquette TAP et un gène de résistance à la kanamycine (concrètement, le but du TP est de produire une protéine étiquetée TAP). Une fois éléctroporées, j'ai étalé mes bactéries sur une boite LB + kanamycine.
Mais on nous demande ensuite de réaliser une PCR sur colonie pour analyser les transformants. Le primer direct s'hybridera sur la séquence codante de la protéine (côté génome bactérien), tandis que le primer reverse s'hybridera sur la séquence TAP (fragment inséré). Ainsi, si il y a eu recombinaison homologue et insertion dans le génome, la PCR fonctionnera. Si il n'y a pas eu de recombinaison, il n'y aura pas de PCR.
Cependant, ce que je ne comprends pas, c'est que j'ai à la base étalé après électroporation mes bactéries sur un milieu contenant la kanamycine. Théoriquement, les bactéries qui y poussent devraient donc avoir intégré par recombinaison homologue TAP + Kan dans leur génome non ?
Quel est l'intérêt ici de faire une PCR sur colonie alors, sachant que celles qui sont sur ma boite ont fait la recombinaison ?
Merci de votre aide ! )
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