Bonjour,
Je compte faire une coloration avec le reactif Stains-all mais je n'ai pas trouvé de protocole claire à ce propos, et mon produit est livré sans mode operatoire.
Je dispose pour l'instant du réactif sous forme solide : 1g
j'ai trouvé quelques specification sur la solution de coloration à préparer qui contiennent toutes :
7.5% formamide
25% isopropanol,
Tris avec pH ajusté à 8.8 ou 9.2
Par contre la proportion de stains-all est très variable, allant de 0,1 à 0,0025 % ... et vu le prix du réactif (200€/1g) je ne voudrais pas bêtement gâcher en préparant une solution beaucoup trop concentrée.
De plus j'aimerais travailler à un pH se rapprochant plus de 7.4.
J'ai donc quelques questions :
Quel serait la concentration idéale pour une solution stock et quel en serait sa stabilité ?
Peut-on remplacer la formamide par un autre produit plus "classique" ? (que ce soit pour la solution stock ou dans la solution de coloration)
Quel est le temps de coloration pour une détection optimale de proteines (insuline et ovalbumine) et d'oligo nucleotides (n'ai pas plus de précisions) sur un gel d'acrylamide de ~5 mm ?
Merci d'avance
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